产品简介：
亲脂性荧光染料PKH67(Green)和PKH26(Red) 适用于常规细胞膜标记。PKH26荧光细胞连接试剂盒采用采用膜标记技术，能够将带有较长脂质尾巴的黄色-橙色荧光染料结合到细胞膜脂质区域上。染色方式依赖于细胞与膜的类型，主要用于细胞体外标记、体外细胞增殖研究及体内外细胞示踪研究。试剂盒中提供染色过程中所需的溶剂（稀释液C），该溶剂可以可以在染色过程中，增加染料溶解度和染色效率，同时维持细胞活力。稀释液C与哺乳动物细胞等渗，且不含去垢剂或有机溶剂，也不含生理盐水和缓冲盐。根据细胞类型及标记后细胞膜内在的变化，标记后的细胞表面会由均一透亮变得有点状凸起或补丁状。但在生理范围内，PKH26荧光不受pH的影响，每个细胞的荧光强度与染料标记位置无关。
PKH26荧光在黄色-橙色区域（λex=551 nm, λem=567 nm），可用来标记追踪体内外多种细胞。在细胞毒性分析，荧光蛋白、抗体或DNA染料在该区域发出的紫色、绿色、红色和远红外等，不会与PKH26产生干扰。PKH26最常被用于基于染料稀释增殖的分析的染料稀释应用，包括建立抗原特异性前体频谱和正常或肿瘤组织中静止或缓慢干细胞或祖细胞的鉴定。同时PKH26也可用于监测外来病毒、血小板和其他纳米颗粒的摄入；干细胞分裂过程中膜的分配；细胞-细胞之间膜的转移；细胞吞噬作用；抗原呈递；粘附；通过间隙连接的信号传递；以及组织切片中的神经元迁移。PKH26荧光稳定性很强，特别是标记的细胞的研究周期超过一周时PKH26被用于体内细胞追踪研究。
PKH26荧光在黄色-橙色区域（λex=551 nm, λem=567 nm），可用来标记追踪体内外多种细胞。在细胞毒性分析，荧光蛋白、抗体或DNA染料在该区域发出的紫色、绿色、红色和远红外等，不会与PKH26产生干扰。PKH26最常被用于基于染料稀释增殖的分析的染料稀释应用，包括建立抗原特异性前体频谱和正常或肿瘤组织中静止或缓慢干细胞或祖细胞的鉴定。同时PKH26也可用于监测外来病毒、血小板和其他纳米颗粒的摄入；干细胞分裂过程中膜的分配；细胞-细胞之间膜的转移；细胞吞噬作用；抗原呈递；粘附；通过间隙连接的信号传递；以及组织切片中的神经元迁移。PKH26荧光稳定性很强，特别是标记的细胞的研究周期超过一周时PKH26被用于体内细胞追踪研究。
操作步骤：
一：一般细胞膜标记
亲脂性染料结合到细胞膜上完成标记。染色强度是染料浓度和细胞浓度的函数，与渗透性无关。因此，保证染料添加量不过量非常关键。过标记的细胞将会导致细胞膜完整性缺失和或降低细胞活性。
下列过程可用于体内体外细胞的标记，包括干细胞、淋巴细胞、单核细胞、内皮细胞、神经细胞或者任何其他细胞。体内细胞的标记过程需一定的改进，如血小板的染色，或者选择性标记吞噬细胞。
下述染色过程中细胞浓度和染料浓度代表操作的起始浓度。该浓度被证明适用于多种细胞。使用者需通过评估染色后细胞活率（如，PI染色）、荧光强度、染色均匀度及是否对所研究细胞功能有影响等，根据实验目的，确定最优的染料浓度和细胞浓度。
无菌操作示范步骤（总体积2ml，染色终浓度为2×10-⁶M PKH26染料和1×10⁷细胞/ml，所有操作在20-25℃）
1：胰酶和/或EDTA消化细胞形成单细胞悬液，将2×107个细胞于锥形离心管中，用无血清培养基洗一次。注意：血清蛋白和脂质会与染料结合，降低与细胞膜结合的染料浓度。最好在用稀释液C重悬细胞染色前（第四步）用无血清培养基或缓冲液洗细胞一次（第一步）。
2：400×g离心5分钟形成松散的细胞团。注意：PKH26染料不能直接加到离心沉淀中，这样会造成细胞染色不均一和细胞活力降低。
3：离心后，小心吸弃上层清液，细胞团上剩余液体<25ul。注意：为得到可重复的实验结果，在用稀释液C重悬时，减少残留培养基或缓冲液体积。
4：加入1mL稀释液C，用移液管轻轻吹打混匀，制备2×细胞悬液。重悬细胞保证完全离散，别震荡，不要让细胞在稀释液C中保存太长时间。
注意：生理盐的存在会使得染料结团并大幅降低染色效率。需确保染色时细胞悬浮于稀释液C中，不含培养基或缓冲盐。
5：临染色之前，将4μL PKH26乙醇溶液加入1mL稀释液C中，充分混匀，配制的2×染色液（4×10-⁶M）。
注意：为减少乙醇对细胞活率的影响，步骤5加入的染料使得步骤6中乙醇最终浓度不能超过1-2%。如果所需染料最终浓度＜2×10-⁶M，需用100%乙醇将PKH26稀释于另一单独的容器中，以确保实验结果的可重复性。
6：快速将1mL 2×细胞悬液（步骤4）加入1mL 2×染色液（步骤5）中，立即用吸管均匀快速混合样品，因为均匀的染色是在瞬间发生的。（最终细胞浓度为1×10⁷/mL，PKH26浓度为2×10-⁶M）。
注意：由于染色瞬间完成，快速将细胞与染料混匀对得到明亮、均匀和可重复的标记结果非常重要。为获得最佳效果应采取下述措施：
6-1：不要将PKH26染料直接加入含2×细胞的稀释液C中。
6-2：将2×细胞悬液（步骤4）与2×染色液（步骤5）等体积混合。
6-3：调整2×细胞和2×染料的浓度避免染色体积太小（＜100μL）或太大（＞5mL）。
6-4：用电动移液器快速将细胞和染料混匀。血清移液管混匀速度太慢而使得染色不均匀。震荡和旋涡震荡混匀同样混匀较慢，染色均一性差。
6-5：分配体积尽量准确，以保证样品与样品之间，实验与实验之间的可重复性。
7：混匀后的染色的细胞25℃孵育的2-5min，定时轻轻颠倒离心管保证在25℃充分混匀。由于染色速度较快，延长孵育时间对实验没有帮助。
注意：让细胞在染色液中停留尽量短的时间，同时保证得到理想的染色强度。因为稀释液C缺少生理性盐，过长时间的暴露在稀释液C中会造成某些细胞活力降低。如果不能确定其影响程度，可增加仅作稀释的对照组和只用乙醇而不用染料染色的对照组。
8：加入等体积的血清（2mL）或加入等量血清或1%BSA中止染色反应，孵育1min以结合多余的染料。
注意：血清（或等效的蛋白浓度）为最优的终止液。如果用完全培养基（含血清的组织培养基）替代，添加体积为10mL。不要通过加稀释液C或离心来终止反应。不要用无血清培养基或缓冲盐，他们会使染料产生聚集。染料聚集使清洗过程中无法洗净，使得分析过程中仍存在未标记的细胞。
9：将细胞在20-25℃条件下400×g离心10 min，小心吸弃上清。用10mL完全培养基（含血清的组织培养基）重悬，将重悬液转移至另一新的无菌离心管中，20-25℃条件下400×g离心5 min。用10mL完全培养基再清洗两遍以除去没结合的染料。
注意：将重悬液转移至新离心管中，减少了离心管壁残留的染料对洗涤效率的影响；不要用稀释液C清洗。
10：最后一步清洗后，用10mL完全培养基重悬细胞评估细胞回收率，细胞活率和荧光强度。离心重悬细胞至所需活细胞浓度。
注意：染色后的细胞可以用中性甲醛固定，避光条件下，荧光强度至少3周内保持稳定。染色荧光强度一般为背景的100-1000倍。虽然染色的CV值与细胞种类有关，但荧光分布应该尽量均匀对称。
11：荧光显微镜/流式细胞仪分析细胞。检查细胞复苏情况、传代情况及荧光浓度。染色应均匀，比本底荧光高100-1000倍。
二：组织学
制备和保存含PKH标记细胞切片时要冰冻切片和特殊的封固标本技术。
切片制备：
1：切除组织后立即放入干冰冰冻。
2：切片前-70℃保存。
3：用OCT（Tissue-Tek; Miles, INC.）复合物制作冰冻切片。
4：4-5um组织切片。
5：载玻片室温下干燥1h。
6：封固盖玻片用1-2滴氰基丙烯酸盐粘合剂酯胶。
7：检查和拍片时用标准的滤光器如FITC(PKH2和PKH67)或TRITC（PKH26）。
复染切片：
1： 将玻片浸在丙酮液24-48h，去除盖片。
2：蒸馏水清洗去丙酮。
3：复染切片易用Mayer或Harris苏木精。
4：封固载玻片用AS/AP永久性水合封固液（Bio/Can America, Inc.，Porland, ME）。
注意：由于有机溶剂可析取PKH染液，而复染又吸收荧光，因而同时观察组织学和PKH荧光不可取。
亲脂性染料结合到细胞膜上完成标记。染色强度是染料浓度和细胞浓度的函数，与渗透性无关。因此，保证染料添加量不过量非常关键。过标记的细胞将会导致细胞膜完整性缺失和或降低细胞活性。
下列过程可用于体内体外细胞的标记，包括干细胞、淋巴细胞、单核细胞、内皮细胞、神经细胞或者任何其他细胞。体内细胞的标记过程需一定的改进，如血小板的染色，或者选择性标记吞噬细胞。
下述染色过程中细胞浓度和染料浓度代表操作的起始浓度。该浓度被证明适用于多种细胞。使用者需通过评估染色后细胞活率（如，PI染色）、荧光强度、染色均匀度及是否对所研究细胞功能有影响等，根据实验目的，确定最优的染料浓度和细胞浓度。
无菌操作示范步骤（总体积2ml，染色终浓度为2×10-⁶M PKH26染料和1×10⁷细胞/ml，所有操作在20-25℃）
1：胰酶和/或EDTA消化细胞形成单细胞悬液，将2×107个细胞于锥形离心管中，用无血清培养基洗一次。注意：血清蛋白和脂质会与染料结合，降低与细胞膜结合的染料浓度。最好在用稀释液C重悬细胞染色前（第四步）用无血清培养基或缓冲液洗细胞一次（第一步）。
2：400×g离心5分钟形成松散的细胞团。注意：PKH26染料不能直接加到离心沉淀中，这样会造成细胞染色不均一和细胞活力降低。
3：离心后，小心吸弃上层清液，细胞团上剩余液体<25ul。注意：为得到可重复的实验结果，在用稀释液C重悬时，减少残留培养基或缓冲液体积。
4：加入1mL稀释液C，用移液管轻轻吹打混匀，制备2×细胞悬液。重悬细胞保证完全离散，别震荡，不要让细胞在稀释液C中保存太长时间。
注意：生理盐的存在会使得染料结团并大幅降低染色效率。需确保染色时细胞悬浮于稀释液C中，不含培养基或缓冲盐。
5：临染色之前，将4μL PKH26乙醇溶液加入1mL稀释液C中，充分混匀，配制的2×染色液（4×10-⁶M）。
注意：为减少乙醇对细胞活率的影响，步骤5加入的染料使得步骤6中乙醇最终浓度不能超过1-2%。如果所需染料最终浓度＜2×10-⁶M，需用100%乙醇将PKH26稀释于另一单独的容器中，以确保实验结果的可重复性。
6：快速将1mL 2×细胞悬液（步骤4）加入1mL 2×染色液（步骤5）中，立即用吸管均匀快速混合样品，因为均匀的染色是在瞬间发生的。（最终细胞浓度为1×10⁷/mL，PKH26浓度为2×10-⁶M）。
注意：由于染色瞬间完成，快速将细胞与染料混匀对得到明亮、均匀和可重复的标记结果非常重要。为获得最佳效果应采取下述措施：
6-1：不要将PKH26染料直接加入含2×细胞的稀释液C中。
6-2：将2×细胞悬液（步骤4）与2×染色液（步骤5）等体积混合。
6-3：调整2×细胞和2×染料的浓度避免染色体积太小（＜100μL）或太大（＞5mL）。
6-4：用电动移液器快速将细胞和染料混匀。血清移液管混匀速度太慢而使得染色不均匀。震荡和旋涡震荡混匀同样混匀较慢，染色均一性差。
6-5：分配体积尽量准确，以保证样品与样品之间，实验与实验之间的可重复性。
7：混匀后的染色的细胞25℃孵育的2-5min，定时轻轻颠倒离心管保证在25℃充分混匀。由于染色速度较快，延长孵育时间对实验没有帮助。
注意：让细胞在染色液中停留尽量短的时间，同时保证得到理想的染色强度。因为稀释液C缺少生理性盐，过长时间的暴露在稀释液C中会造成某些细胞活力降低。如果不能确定其影响程度，可增加仅作稀释的对照组和只用乙醇而不用染料染色的对照组。
8：加入等体积的血清（2mL）或加入等量血清或1%BSA中止染色反应，孵育1min以结合多余的染料。
注意：血清（或等效的蛋白浓度）为最优的终止液。如果用完全培养基（含血清的组织培养基）替代，添加体积为10mL。不要通过加稀释液C或离心来终止反应。不要用无血清培养基或缓冲盐，他们会使染料产生聚集。染料聚集使清洗过程中无法洗净，使得分析过程中仍存在未标记的细胞。
9：将细胞在20-25℃条件下400×g离心10 min，小心吸弃上清。用10mL完全培养基（含血清的组织培养基）重悬，将重悬液转移至另一新的无菌离心管中，20-25℃条件下400×g离心5 min。用10mL完全培养基再清洗两遍以除去没结合的染料。
注意：将重悬液转移至新离心管中，减少了离心管壁残留的染料对洗涤效率的影响；不要用稀释液C清洗。
10：最后一步清洗后，用10mL完全培养基重悬细胞评估细胞回收率，细胞活率和荧光强度。离心重悬细胞至所需活细胞浓度。
注意：染色后的细胞可以用中性甲醛固定，避光条件下，荧光强度至少3周内保持稳定。染色荧光强度一般为背景的100-1000倍。虽然染色的CV值与细胞种类有关，但荧光分布应该尽量均匀对称。
11：荧光显微镜/流式细胞仪分析细胞。检查细胞复苏情况、传代情况及荧光浓度。染色应均匀，比本底荧光高100-1000倍。
二：组织学
制备和保存含PKH标记细胞切片时要冰冻切片和特殊的封固标本技术。
切片制备：
1：切除组织后立即放入干冰冰冻。
2：切片前-70℃保存。
3：用OCT（Tissue-Tek; Miles, INC.）复合物制作冰冻切片。
4：4-5um组织切片。
5：载玻片室温下干燥1h。
6：封固盖玻片用1-2滴氰基丙烯酸盐粘合剂酯胶。
7：检查和拍片时用标准的滤光器如FITC(PKH2和PKH67)或TRITC（PKH26）。
复染切片：
1： 将玻片浸在丙酮液24-48h，去除盖片。
2：蒸馏水清洗去丙酮。
3：复染切片易用Mayer或Harris苏木精。
4：封固载玻片用AS/AP永久性水合封固液（Bio/Can America, Inc.，Porland, ME）。
注意：由于有机溶剂可析取PKH染液，而复染又吸收荧光，因而同时观察组织学和PKH荧光不可取。
保存条件：
2-8°C,两年
UN码：
HazardClass：
危害声明：
安全说明：
搜索质检报告(COA)
参考文献 & 客户发表文献
本计算器可帮助您计算出特定溶液中溶质的质量、溶液浓度和体积之间的关系，公式为：
质量 (g) = 浓度 (mol/L) x 体积 (L) x 分子量 (g/mol)
摩尔浓度计算公式
用本工具协助配置特定浓度的溶液，使用的计算公式为：
开始浓度 x 开始体积 = 最终浓度 x 最终体积
稀释公式
稀释公式一般简略地表示为：C1V1 = C2V2 ( 输入 输出 )
